Dankon pro via vizito al nature.com. La retumilversio, kiun vi uzas, havas limigitan subtenon por CSS. Por la plej bona sperto, ni rekomendas uzi la plej novan retumilversion (aŭ malŝalti kongruecan reĝimon en Internet Explorer). Plie, por certigi daŭran subtenon, ĉi tiu retejo ne inkluzivos stilojn aŭ JavaScript.
Hidrogena sulfido (H2S) havas multajn fiziologiajn kaj patologiajn efikojn sur la homan korpon. Natria hidrosulfido (NaHS) estas vaste uzata kiel farmakologia ilo por taksi la efikojn de H2S en biologiaj eksperimentoj. Kvankam la perdo de H2S el NaHS-solvaĵoj daŭras nur kelkajn minutojn, NaHS-solvaĵoj estis uzitaj kiel donacaj kombinaĵoj por H2S en trinkakvo en iuj bestaj studoj. Ĉi tiu studo esploris ĉu trinkakvo kun NaHS-koncentriĝo de 30 μM preparita en rataj/musaj boteloj povus resti stabila dum almenaŭ 12-24 horoj, kiel sugestite de iuj aŭtoroj. Preparu solvaĵon de NaHS (30 μM) en trinkakvo kaj tuj verŝu ĝin en ratajn/musajn akvobotelojn. Specimenoj estis kolektitaj de la pinto kaj la interno de la akvobotelo je 0, 1, 2, 3, 4, 5, 6, 12 kaj 24 horoj por mezuri la sulfidan enhavon uzante la metilenbluan metodon. Krome, masklaj kaj inaj ratoj estis injektitaj per NaHS (30 μM) dum du semajnoj, kaj serumaj sulfidaj koncentriĝoj estis mezuritaj ĉiun duan tagon dum la unua semajno kaj fine de la dua semajno. La NaHS-solvaĵo en la specimeno akirita de la pinto de la akvobotelo estis malstabila; ĝi malpliiĝis je 72% kaj 75% post 12 kaj 24 horoj, respektive. En specimenoj akiritaj de la interno de la akvoboteloj, la malpliiĝo de NaHS ne estis signifa ene de 2 horoj; tamen, ĝi malpliiĝis je 47% kaj 72% post 12 kaj 24 horoj, respektive. NaHS-injekto ne influis la seruman sulfidan nivelon de masklaj kaj inaj ratoj. Konklude, NaHS-solvaĵoj preparitaj el trinkakvo ne devus esti uzataj por H2S-donaco, ĉar la solvaĵo estas malstabila. Ĉi tiu administradvojo eksponos bestojn al neregulaj kaj pli malgrandaj ol atenditaj kvantoj de NaHS.
Hidrogena sulfido (H2S) estas uzata kiel toksino ekde 1700; tamen, ĝia ebla rolo kiel endogena biosignala molekulo estis priskribita de Abe kaj Kimura en 1996. Dum la pasintaj tri jardekoj, multaj funkcioj de H2S en diversaj homaj sistemoj estis klarigitaj, kondukante al la kompreno, ke H2S-donacaj molekuloj povus havi klinikajn aplikojn en la traktado aŭ administrado de certaj malsanoj; vidu Chirino et al. por lastatempa recenzo.
Natria hidrosulfido (NaHS) estis vaste uzata kiel farmakologia ilo por taksi la efikojn de H2S en multaj ĉelkulturoj kaj bestaj studoj5,6,7,8. Tamen, NaHS ne estas ideala H2S-donanto ĉar ĝi rapide konvertiĝas al H2S/HS- en solvaĵo, facile poluiĝas per polisulfidoj, kaj facile oksidiĝas kaj vaporiĝas4,9. En multaj biologiaj eksperimentoj, NaHS dissolviĝas en akvo, rezultante en pasiva vaporiĝo kaj perdo de H2S10,11,12, spontanea oksidiĝo de H2S11,12,13, kaj fotolizo14. Sulfido en la originala solvaĵo perdiĝas tre rapide pro vaporiĝo de H2S11. En malfermita ujo, la duoniĝotempo (t1/2) de H2S estas ĉirkaŭ 5 minutoj, kaj ĝia koncentriĝo malpliiĝas je ĉirkaŭ 13% minute10. Kvankam la perdo de hidrogena sulfido el NaHS-solvaĵoj daŭras nur kelkajn minutojn, kelkaj bestaj studoj uzis NaHS-solvaĵojn kiel fonton de hidrogena sulfido en trinkakvo dum 1-21 semajnoj, anstataŭigante la NaHS-entenantan solvaĵon ĉiujn 12-24 horojn.15,16,17,18,19,20,21,22,23,24,25,26 Ĉi tiu praktiko ne kongruas kun la principoj de scienca esplorado, ĉar la dozoj de medikamentoj devus esti bazitaj sur ilia uzo en aliaj specioj, precipe homoj.27
Antaŭklinika esplorado en biomedicino celas plibonigi la kvaliton de pacientoprizorgo aŭ kuracrezultojn. Tamen, la rezultoj de la plej multaj bestaj studoj ankoraŭ ne estis tradukitaj al homoj28,29,30. Unu el la kialoj de ĉi tiu traduka malsukceso estas la manko de atento al la metodika kvalito de bestaj studoj30. Tial, la celo de ĉi tiu studo estis esplori ĉu 30 μM NaHS-solvaĵoj preparitaj en rataj/musaj akvoboteloj povus resti stabilaj en trinkakvo dum 12-24 horoj, kiel asertis aŭ sugestis iuj studoj.
Ĉiuj eksperimentoj en ĉi tiu studo estis faritaj laŭ la publikigitaj gvidlinioj por la prizorgado kaj uzo de laboratoriaj bestoj en Irano31. Ĉiuj eksperimentaj raportoj en ĉi tiu studo ankaŭ sekvis la ARRIVE-gvidliniojn32. La Etikkomitato de la Instituto de Endokrinaj Sciencoj, Universitato de Medicinaj Sciencoj Shahid Beheshti, aprobis ĉiujn eksperimentajn procedurojn en ĉi tiu studo.
Zinka acetata dihidrato (CAS: 5970-45-6) kaj anhidra fera klorido (CAS: 7705-08-0) estis aĉetitaj de Biochem, Chemopahrama (Cosne-sur-Loire, Francio). Natria hidrosulfida hidrato (CAS: 207683-19-0) kaj N,N-dimetil-p-fenilendiamino (DMPD) (CAS: 535-47-0) estis aĉetitaj de Sigma-Aldrich (St. Louis, MO, Usono). Izoflurano estis aĉetita de Piramal (Bethlehem, PA, Usono). Klorida acido (HCl) estis aĉetita de Merck (Darmstadt, Germanio).
Preparu solvaĵon de NaHS (30 μM) en trinkakvo kaj tuj verŝu ĝin en la akvobotelojn de ratoj/musoj. Ĉi tiu koncentriĝo estis elektita surbaze de multaj publikaĵoj uzantaj NaHS kiel fonton de H2S; vidu la sekcion Diskuto. NaHS estas hidratigita molekulo, kiu povas enhavi diversajn kvantojn de hidratiga akvo (t.e., NaHS•xH2O); laŭ la fabrikanto, la procento de NaHS uzita en nia studo estis 70.7% (t.e., NaHS•1.3 H2O), kaj ni konsideris ĉi tiun valoron en niaj kalkuloj, kie ni uzis molekulan pezon de 56.06 g/mol, kiu estas la molekula pezo de anhidra NaHS. Hidragiga akvo (ankaŭ nomata kristaliĝa akvo) estas la akvomolekuloj, kiuj konsistigas la kristalan strukturon33. Hidratoj havas malsamajn fizikajn kaj termodinamikajn ecojn kompare kun anhidratoj34.
Antaŭ ol aldoni NaHS al la trinkakvo, mezuru la pH-on kaj temperaturon de la solvilo. Tuj verŝu la NaHS-solvaĵon en la akvobotelon por ratoj/musoj en la besta kaĝo. Specimenoj estis kolektitaj de la pinto kaj de la interno de la akvobotelo je 0, 1, 2, 3, 4, 5, 6, 12 kaj 24 horoj por mezuri la sulfidan enhavon. Sulfidaj mezuradoj estis prenitaj tuj post ĉiu specimenigo. Ni akiris specimenojn de la pinto de la tubo ĉar iuj studoj montris, ke la malgranda porgrandeco de la akvotubo povas minimumigi la vaporiĝon de H2S15,19. Ĉi tiu problemo ŝajnas validi ankaŭ por la solvaĵo en la botelo. Tamen, ĉi tio ne estis la kazo por la solvaĵo en la kolo de la akvobotelo, kiu havis pli altan vaporiĝrapidecon kaj aŭtooksidiĝis; fakte, la bestoj trinkis ĉi tiun akvon unue.
Viraj kaj inaj Wistar-ratoj estis uzitaj en la studo. La ratoj estis loĝigitaj en polipropilenaj kaĝoj (2-3 ratoj por kaĝo) sub normaj kondiĉoj (temperaturo 21-26 °C, humideco 32-40%) kun 12 horoj da lumo (7:00 ĝis 19:00) kaj 12 horoj da mallumo (19:00 ĝis 7:00). La ratoj havis liberan aliron al krana akvo kaj estis nutritaj per norma manĝaĵo (Khorak Dam Pars Company, Teherano, Irano). Aĝ-kongruaj (6 monatoj) inaj (n=10, korpopezo: 190-230 g) kaj masklaj (n=10, korpopezo: 320-370 g) Wistar-ratoj estis hazarde dividitaj en kontrolgrupojn kaj NaHS (30 μM) traktitajn (n=5 por grupo). Por determini la specimenan grandecon, ni uzis la KISS (Keep It Simple, Stupid - Konservu Ĝin Simple, Stulte) metodon, kiu kombinas antaŭan sperton kaj potencan analizon35. Ni unue faris pilotan studon sur 3 ratoj kaj determinis la mezan seruman totalan sulfidnivelon kaj norman devion (8.1 ± 0.81 μM). Poste, konsiderante 80% potencon kaj supozante duflankan 5% signifnivelon, ni determinis preparan specimengrandecon (n = 5 laŭ antaŭa literaturo) kiu korespondis al normigita efikograndeco de 2.02 kun la antaŭdifinita valoro sugestita de Festing por kalkuli la specimengrandecon de eksperimentaj bestoj35. Post multipliko de ĉi tiu valoro per la norma devio (2.02 × 0.81), la antaŭdirita detektebla efikograndeco (1.6 μM) estis 20%, kio estas akceptebla. Ĉi tio signifas, ke n = 5/grupo sufiĉas por detekti 20% mezan ŝanĝon inter la grupoj. Ratoj estis hazarde dividitaj en kontrolajn kaj NaSH-traktitajn grupojn uzante la hazardan funkcion de Excel-programaro 36 (Aldona Figuro 1). Blindigado estis farita je la rezulta nivelo, kaj la esploristoj farantaj la biokemiajn mezuradojn ne konsciis pri la grupasignoj.
La NaHS-grupoj de ambaŭ seksoj estis traktitaj per 30 μM NaHS-solvaĵo preparita en trinkakvo dum 2 semajnoj; Freŝa solvaĵo estis provizita ĉiujn 24 horojn, dum kiuj tempo la korpopezo estis mezurita. Sangospecimenoj estis kolektitaj de la vostpintoj de ĉiuj ratoj sub izoflurana anestezo ĉiun duan tagon fine de la unua kaj dua semajnoj. Sangospecimenoj estis centrifugitaj je 3000 g dum 10 minutoj, serumo estis apartigita kaj konservita je –80 °C por posta mezurado de seruma ureo, kreatinino (Cr) kaj totala sulfido. Seruma ureo estis determinita per enzima ureaza metodo, kaj seruma kreatinino estis determinita per fotometria Jaffe-metodo uzante komerce haveblajn ilarojn (Man Company, Teherano, Irano) kaj aŭtomatan analizilon (Selectra E, seria numero 0-2124, Nederlando). La intra- kaj interanalizaj koeficientoj de variado por ureo kaj Cr estis malpli ol 2.5%.
La metodo de metilenbluo (MB) estas uzata por mezuri totalan sulfidon en trinkakvo kaj serumo enhavanta NaHS; MB estas la plej ofte uzata metodo por mezuri sulfidon en amasaj solvaĵoj kaj biologiaj specimenoj11,37. La MB-metodo povas esti uzata por taksi la totalan sulfidan provizon38 kaj mezuri neorganikajn sulfidojn en la formo de H2S, HS⁻ kaj S⁻ en la akva fazo39. En ĉi tiu metodo, sulfuro estas precipitigita kiel zinka sulfido (ZnS) en la ĉeesto de zinka acetato11,38. Zinka acetata precipitiĝo estas la plej vaste uzata metodo por apartigi sulfidojn de aliaj kromoforoj11. ZnS estis redissolvita uzante HCl11 sub forte acidaj kondiĉoj. La sulfido reagas kun DMPD en stoiĥiometria proporcio de 1:2 en reakcio katalizita per fera klorido (Fe3+ agas kiel oksidigilo) por formi la tinkturfarbon MB, kiu estas detektita spektrofotometrie je 670 nm40,41. La detekta limo de la MB-metodo estas proksimume 1 μM11.
En ĉi tiu studo, 100 μL de ĉiu specimeno (solvaĵo aŭ serumo) estis aldonitaj al tubo; poste 200 μL da zinka acetato (1% p/v en distilita akvo), 100 μL da DMPD (20 mM en 7,2 M HCl), kaj 133 μL da FeCl3 (30 mM en 1,2 M HCl) estis aldonitaj. La miksaĵo estis inkubita je 37°C en mallumo dum 30 minutoj. La solvaĵo estis centrifugita je 10 000 g dum 10 minutoj, kaj la absorbado de la supernatanto estis legita je 670 nm uzante mikroplatlegilon (BioTek, MQX2000R2, Winooski, VT, Usono). Sulfidaj koncentriĝoj estis determinitaj uzante kalibran kurbon de NaHS (0–100 μM) en ddH2O (Aldona Figuro 2). Ĉiuj solvaĵoj uzitaj por la mezuradoj estis freŝe preparitaj. La intra- kaj interanalizaj koeficientoj de variado por sulfidaj mezuradoj estis 2,8% kaj 3,4%, respektive. Ni ankaŭ determinis la totalan sulfidon reakiritan el trinkakvaj kaj serumaj specimenoj enhavantaj natrian tiosulfaton uzante la fortikigitan specimenmetodon42. La reakiroj por trinkakvaj kaj serumaj specimenoj enhavantaj natrian tiosulfaton estis 91 ± 1,1% (n = 6) kaj 93 ± 2,4% (n = 6), respektive.
Statistika analizo estis farita per la programaro GraphPad Prism versio 8.0.2 por Vindozo (GraphPad Software, San-Diego, Kalifornio, Usono, www.graphpad.com). Parigita t-testo estis uzata por kompari la temperaturon kaj pH de trinkakvo antaŭ kaj post aldono de NaHS. La perdo de H2S en la NaHS-entenanta solvaĵo estis kalkulita kiel procenta malpliiĝo kompare al la baza sorbado, kaj por taksi ĉu la perdo estis statistike signifa, ni faris unudirektan ripetmezuran ANOVA-on sekvitan de la plurkompara testo de Dunnett. Korpopezo, seruma ureo, seruma kreatinino, kaj totala seruma sulfido laŭlonge de la tempo estis komparitaj inter kontrolaj kaj NaHS-traktitaj ratoj de malsamaj seksoj uzante dudirektan miksitan (inter-ene) ANOVA-on sekvitan de Bonferroni-post-hoc testo. Duvostaj P-valoroj < 0.05 estis konsiderataj statistike signifaj.
La pH de trinkakvo estis 7,60 ± 0,01 antaŭ aldono de NaHS kaj 7,71 ± 0,03 post aldono de NaHS (n = 13, p = 0,0029). La temperaturo de trinkakvo estis 26,5 ± 0,2 kaj malpliiĝis al 26,2 ± 0,2 post aldono de NaHS (n = 13, p = 0,0128). Preparu 30 μM NaHS-solvaĵon en trinkakvo kaj konservu ĝin en akvobotelo. La NaHS-solvaĵo estas malstabila kaj ĝia koncentriĝo malpliiĝas laŭlonge de la tempo. Kiam oni prenis specimenojn de la kolo de la akvobotelo, signifa malpliiĝo (68,0%) estis observita ene de la unua horo, kaj la NaHS-enhavo en la solvaĵo malpliiĝis je 72% kaj 75% post 12 kaj 24 horoj, respektive. En specimenoj akiritaj el akvoboteloj, la redukto de NaHS ne estis signifa ĝis 2 horoj, sed post 12 kaj 24 horoj ĝi malpliiĝis je 47% kaj 72%, respektive. Ĉi tiuj datumoj indikas, ke la procento de NaHS en 30 μM solvaĵo preparita en trinkakvo malpliiĝis al proksimume unu-kvarono de la komenca valoro post 24 horoj, sendepende de la specimenloko (Figuro 1).
Stabileco de NaHS-solvaĵo (30 μM) en trinkakvo en rato-/musboteloj. Post la preparo de la solvaĵo, specimenoj estis prenitaj de la pinto kaj la interno de la akvobotelo. Datumoj estas prezentitaj kiel meznombro ± norma devio (n = 6/grupo). * kaj #, P < 0,05 kompare kun tempo 0. La foto de la akvobotelo montras la pinton (kun malfermo) kaj la korpon de la botelo. La volumeno de la pinto estas proksimume 740 μL.
La koncentriĝo de NaHS en la ĵus preparita 30 μM solvaĵo estis 30,3 ± 0,4 μM (intervalo: 28,7–31,9 μM, n = 12). Tamen, post 24 horoj, la koncentriĝo de NaHS malpliiĝis al pli malalta valoro (meznombro: 3,0 ± 0,6 μM). Kiel montrite en Figuro 2, la koncentriĝoj de NaHS, al kiuj la ratoj estis eksponitaj, ne estis konstantaj dum la studperiodo.
La korpopezo de inaj ratoj signife pliiĝis laŭlonge de la tempo (de 205,2 ± 5,2 g ĝis 213,8 ​​± 7,0 g en la kontrolgrupo kaj de 204,0 ± 8,6 g ĝis 211,8 ± 7,5 g en la NaHS-traktita grupo); tamen, NaHS-traktado ne havis efikon sur la korpopezo (Fig. 3). La korpopezo de masklaj ratoj signife pliiĝis laŭlonge de la tempo (de 338,6 ± 8,3 g ĝis 352,4 ± 6,0 g en la kontrolgrupo kaj de 352,4 ± 5,9 g ĝis 363,2 ± 4,3 g en la NaHS-traktita grupo); tamen, NaHS-traktado ne havis efikon sur la korpopezo (Fig. 3).
Ŝanĝoj en korpopezo ĉe inaj kaj masklaj ratoj post dono de NaHS (30 μM). Datumoj estas prezentitaj kiel meznvaloro ± SEM kaj estis komparitaj uzante dudirektan miksitan (ene-inter) variancan analizon kun la post-hoc testo de Bonferroni. n = 5 de ĉiu sekso en ĉiu grupo.
Serumaj ureo- kaj kreatinfosfato-koncentriĝoj estis kompareblaj ĉe kontrolgrupo kaj ĉe NaSH-traktitaj ratoj dum la tuta studo. Krome, NaSH-traktado ne influis serumajn ureo- kaj kreatinkromo-koncentriĝojn (Tabelo 1).
Bazaj serumaj totalaj sulfidaj koncentriĝoj estis kompareblaj inter kontrolgrupo kaj NaHS-traktitaj masklaj (8.1 ± 0.5 μM kontraŭ 9.3 ± 0.2 μM) kaj inaj (9.1 ± 1.0 μM kontraŭ 6.1 ± 1.1 μM) ratoj. Administrado de NaHS dum 14 tagoj ne havis efikon sur la serumaj totalaj sulfidaj niveloj en nek masklaj nek inaj ratoj (Fig. 4).
Ŝanĝoj en serumaj totalaj sulfidaj koncentriĝoj en masklaj kaj inaj ratoj post dono de NaHS (30 μM). Datumoj estas prezentitaj kiel meznombro ± SEM kaj estis komparitaj uzante dudirektan miksitan (ene-ene) variancan analizon kun Bonferroni-post hoc testo. Ĉiu sekso, n = 5/grupo.
La ĉefa konkludo de ĉi tiu studo estas, ke trinkakvo enhavanta NaHS estas malstabila: nur ĉirkaŭ kvarono de la komenca totala sulfida enhavo povas esti detektita 24 horojn post specimenigo de la pinto kaj interno de rataj/musaj akvoboteloj. Krome, ratoj estis eksponitaj al malstabilaj NaHS-koncentriĝoj pro la perdo de H2S en la NaHS-solvaĵo, kaj la aldono de NaHS al trinkakvo ne influis korpopezon, seruman ureon kaj kreatinan kromon, aŭ totalan seruman sulfidon.
En ĉi tiu studo, la rapideco de H2S-perdo el 30 μM NaHS-solvaĵoj preparitaj en trinkakvo estis proksimume 3% po horo. En bufrita solvaĵo (100 μM natria sulfido en 10 mM PBS, pH 7.4), la sulfida koncentriĝo laŭdire malpliiĝis je 7% laŭlonge de 8 horoj11. Ni antaŭe defendis intraperitonean administradon de NaHS raportante, ke la rapideco de sulfida perdo el 54 μM NaHS-solvaĵo en trinkakvo estis proksimume 2.3% po horo (4%/horo en la unuaj 12 horoj kaj 1.4%/horo en la lastaj 12 horoj post preparo)8. Pli fruaj studoj43 trovis konstantan perdon de H2S el NaHS-solvaĵoj, ĉefe pro volatiliĝo kaj oksidiĝo. Eĉ sen aldono de vezikoj, sulfido en la baza solvaĵo rapide perdiĝas pro H2S-volatiiĝo11. Studoj montris, ke dum la diluoprocezo, kiu daŭras ĉirkaŭ 30–60 sekundojn, ĉirkaŭ 5–10% de H2S perdiĝas pro vaporiĝo6. Por malhelpi vaporiĝon de H2S el la solvaĵo, esploristoj prenis plurajn rimedojn, inkluzive de milda kirlado de la solvaĵo12, kovrado de la baza solvaĵo per plasta folio6, kaj minimumigo de eksponiĝo de la solvaĵo al aero, ĉar la rapideco de H2S-vaporiĝo dependas de la aero-likva interfaco.13 Spontanea oksidiĝo de H2S okazas ĉefe pro transiraj metalaj jonoj, precipe fera fero, kiuj estas malpuraĵoj en akvo.13 Oksidiĝo de H2S rezultas en la formado de polisulfidoj (sulfuratomoj ligitaj per kovalentaj ligoj)11. Por eviti ĝian oksidiĝon, solvaĵoj enhavantaj H2S estas preparataj en senoksigenigitaj solviloj44,45 kaj poste purigitaj per argono aŭ nitrogeno dum 20–30 minutoj por certigi senoksigeniĝon.11,12,37,44,45,46 Dietilenetriaminpentaacetata acido (DTPA) estas metala kelatilo (10–4 M) kiu malhelpas HS--aŭtooksidiĝon en aerobaj solvaĵoj. En la foresto de DTPA, la aŭtooksidiĝa rapideco de HS- estas proksimume 50% dum proksimume 3 horoj je 25°C37,47. Krome, ĉar la oksidiĝo de 1e-sulfido estas katalizita per ultraviola lumo, la solvaĵo devus esti konservita sur glacio kaj protektita de lumo11.
Kiel montrite en Figuro 5, NaHS disiĝas en Na+ kaj HS-6 kiam dissolvita en akvo; ĉi tiu disiĝo estas determinita de la pK1 de la reakcio, kiu dependas de temperaturo: pK1 = 3,122 + 1132/T, kie T varias de 5 ĝis 30 °C kaj estas mezurata en gradoj Kelvin (K), K = °C + 273,1548. HS- havas altan pK2 (pK2 = 19), do je pH < 96,49, S2- ne formiĝas aŭ formiĝas en tre malgrandaj kvantoj. Kontraste, HS- agas kiel bazo kaj akceptas H+ de H2O-molekulo, kaj H2O agas kiel acido kaj konvertiĝas al H2S kaj OH-.
Formado de dissolvita H2S-gaso en NaHS-solvaĵo (30 µM). akv, akva solvaĵo; g, gaso; l, likvido. Ĉiuj kalkuloj supozas, ke akvo havas pH = 7.0 kaj akvotemperaturo = 20 °C. Kreita per BioRender.com.
Malgraŭ indikoj, ke NaHS-solvaĵoj estas malstabilaj, pluraj bestaj studoj uzis NaHS-solvaĵojn en trinkakvo kiel H2S-donan komponaĵon15,16,17,18,19,20,21,22,23,24,25,26 kun intervenaj daŭroj variantaj de 1 ĝis 21 semajnoj (Tabelo 2). Dum ĉi tiuj studoj, la NaHS-solvaĵo estis renovigita ĉiujn 12 horojn, 15, 17, 18, 24, 25 horojn aŭ 24 horojn, 19, 20, 21, 22, 23 horojn. Niaj rezultoj montris, ke ratoj estis eksponitaj al malstabilaj drogkoncentriĝoj pro la perdo de H2S el la NaHS-solvaĵo, kaj la NaHS-enhavo en la trinkakvo de la ratoj fluktuis signife dum 12 aŭ 24 horoj (vidu Figuron 2). Du el ĉi tiuj studoj raportis, ke la niveloj de H2S en akvo restis stabilaj dum 24 horoj aŭ ke nur 2-3% da H2S-perdoj estis observitaj dum 12 horoj, sed ili ne provizis subtenajn datumojn aŭ mezurdetalojn. Du studoj montris, ke la malgranda diametro de akvoboteloj povas minimumigi la vaporiĝon de H2S15,19. Tamen, niaj rezultoj montris, ke ĉi tio povas nur prokrasti la perdon de H2S el akvobotelo je 2 horoj anstataŭ 12-24 horoj. Ambaŭ studoj notas, ke ni supozas, ke la nivelo de NaHS en la trinkakvo ne ŝanĝiĝis, ĉar ni ne observis kolorŝanĝon en la akvo; tial, oksidiĝo de H2S per aero ne estis signifa19,20. Surprize, ĉi tiu subjektiva metodo taksas la stabilecon de NaHS en akvo anstataŭ mezuri la ŝanĝon en ĝia koncentriĝo laŭlonge de la tempo.
La perdo de H2S en NaHS-solvaĵo rilatas al pH kaj temperaturo. Kiel notite en nia studo, dissolvi NaHS en akvo rezultas en la formado de alkala solvaĵo50. Kiam NaHS estas dissolvita en akvo, la formado de dissolvita H2S-gaso dependas de la pH-valoro6. Ju pli malalta la pH de la solvaĵo, des pli granda la proporcio de NaHS ĉeestanta kiel H2S-gasmolekuloj kaj des pli da sulfido perdiĝas el la akva solvaĵo11. Neniu el ĉi tiuj studoj raportis la pH de trinkakvo uzata kiel solvilo por NaHS. Laŭ rekomendoj de la Monda Organizaĵo pri Sano (MOS), kiujn adoptis la plej multaj landoj, la pH de trinkakvo devus esti en la intervalo 6,5–8,551. En ĉi tiu pH-intervalo, la rapideco de spontanea oksidiĝo de H2S pliiĝas proksimume dekoble13. Dissolvi NaHS en akvo en ĉi tiu pH-intervalo rezultigos dissolvitan H2S-gaskoncentriĝon de 1 ĝis 22,5 μM, kio emfazas la gravecon de monitorado de la pH de la akvo antaŭ ol dissolvi NaHS. Krome, la temperaturintervalo raportita en la supre menciita studo (18–26 °C) rezultigus ŝanĝon en la koncentriĝo de dissolvita H2S-gaso en la solvaĵo je proksimume 10%, ĉar temperaturŝanĝoj ŝanĝas pK1, kaj malgrandaj ŝanĝoj en pK1 povas havi signifan efikon sur la koncentriĝo de dissolvita H2S-gaso48. Krome, la longa daŭro de iuj studoj (5 monatoj)22, dum kiuj oni atendas grandan temperaturŝanĝeblecon, ankaŭ pliseverigas ĉi tiun problemon.
Ĉiuj studoj krom unu21 uzis 30 μM NaHS-solvaĵon en trinkakvo. Por klarigi la uzitan dozon (t.e., 30 μM), kelkaj aŭtoroj atentigis, ke NaHS en la akva fazo produktas precize la saman koncentriĝon de H2S-gaso kaj ke la fiziologia intervalo de H2S estas 10 ĝis 100 μM, do ĉi tiu dozo estas ene de la fiziologia intervalo15,16. Aliaj klarigis, ke 30 μM NaHS povas konservi la plasman H2S-nivelon ene de la fiziologia intervalo, t.e., 5–300 μM19,20. Ni konsideras la koncentriĝon de NaHS en akvo de 30 μM (pH = 7.0, T = 20 °C), kiu estis uzita en kelkaj studoj por studi la efikojn de H2S. Ni povas kalkuli, ke la koncentriĝo de dissolvita H2S-gaso estas 14.7 μM, kio estas ĉirkaŭ 50% de la komenca NaHS-koncentriĝo. Ĉi tiu valoro similas al la valoro kalkulita de aliaj aŭtoroj sub la samaj kondiĉoj13,48.
En nia studo, la dono de NaHS ne ŝanĝis la korpopezon; ĉi tiu rezulto kongruas kun la rezultoj de aliaj studoj pri masklaj musoj22,23 kaj masklaj ratoj18; Tamen, du studoj raportis, ke NaSH restarigis la malpliiĝintan korpopezon en nefrektomigitaj ratoj24,26, dum aliaj studoj ne raportis la efikon de NaSH-dono sur korpopezo15,16,17,19,20,21,25. Krome, en nia studo, la dono de NaSH ne influis la serumajn ureo- kaj kreatino-kromo-nivelojn, kio kongruas kun la rezultoj de alia raporto25.
La studo trovis, ke aldono de NaHS al trinkakvo dum 2 semajnoj ne influis totalajn serumajn sulfidajn koncentriĝojn en masklaj kaj inaj ratoj. Ĉi tiu trovo kongruas kun la rezultoj de Sen et al. (16): 8 semajnoj da traktado kun 30 μM NaHS en trinkakvo ne influis plasmajn sulfidajn nivelojn en kontrolratoj; tamen, ili raportis, ke ĉi tiu interveno restarigis la malpliiĝintajn H2S-nivelojn en plasmo de nefrektomigitaj musoj. Li et al. (22) ankaŭ raportis, ke traktado kun 30 μM NaHS en trinkakvo dum 5 monatoj pliigis plasmajn liberajn sulfidajn nivelojn en maljunaj musoj je ĉirkaŭ 26%. Aliaj studoj ne raportis ŝanĝojn en cirkulanta sulfido post aldono de NaHS al trinkakvo.
Sep studoj raportis uzon de Sigma NaHS15,16,19,20,21,22,23 sed ne provizis pliajn detalojn pri la hidratiga akvo, kaj kvin studoj ne menciis la fonton de NaHS uzata en iliaj preparmetodoj17,18,24,25,26. NaHS estas hidratigita molekulo kaj ĝia enhavo de hidratiga akvo povas varii, kio influas la kvanton de NaHS bezonata por prepari solvaĵon de difinita molareco. Ekzemple, la NaHS-enhavo en nia studo estis NaHS•1.3 H2O. Tiel, la faktaj NaHS-koncentriĝoj en ĉi tiuj studoj povas esti pli malaltaj ol tiuj raportitaj.
“Kiel tia mallongdaŭra kombinaĵo povas havi tian longdaŭran efikon?” Pozgay et al.21 demandis ĉi tiun demandon dum taksado de la efikoj de NaHS sur kolito en musoj. Ili esperas, ke estontaj studoj povos respondi ĉi tiun demandon kaj konjekti, ke NaHS-solvaĵoj povus enhavi pli stabilajn polisulfidojn aldone al la H2S kaj disulfidoj, kiuj mediacias la efikon de NaHS21. Alia ebleco estas, ke tre malaltaj koncentriĝoj de NaHS restantaj en la solvaĵo ankaŭ povus havi utilan efikon. Fakte, Olson et al. provizis pruvojn, ke mikromolaraj niveloj de H2S en la sango ne estas fiziologiaj kaj devus esti en la nanomola gamo aŭ tute forestantaj13. H2S povus agi per proteina sulfatado, reigebla post-tradukada modifo, kiu influas la funkcion, stabilecon kaj lokalizon de multaj proteinoj52,53,54. Fakte, sub fiziologiaj kondiĉoj, proksimume 10% ĝis 25% de multaj hepataj proteinoj estas sulfiligitaj53. Ambaŭ studoj agnoskas la rapidan detruon de NaHS19,23 sed surprize deklaras, ke "ni kontrolis la koncentriĝon de NaHS en trinkakvo per ĉiutaga anstataŭigo."23 Unu studo hazarde deklaris, ke "NaHS estas norma H2S-donanto kaj estas ofte uzata en klinika praktiko por anstataŭigi H2S mem."18
La supra diskuto montras, ke NaHS perdiĝas el solvaĵo per volatiligo, oksidiĝo kaj fotolizo, kaj tial kelkaj sugestoj estas faritaj por redukti la perdon de H2S el solvaĵo. Unue, la vaporiĝo de H2S dependas de la gaso-likva interfaco13 kaj la pH de la solvaĵo11; tial, por minimumigi la vaporiĝan perdon, la kolo de la akvobotelo povas esti farita kiel eble plej malgranda kiel antaŭe priskribite15,19, kaj la pH de la akvo povas esti alĝustigita al akceptebla supra limo (t.e., 6.5–8.551) por minimumigi la vaporiĝan perdon11. Due, spontanea oksidiĝo de H2S okazas pro la efikoj de oksigeno kaj la ĉeesto de transiraj metalaj jonoj en trinkakvo13, do senoksigenado de trinkakvo per argono aŭ nitrogeno44,45 kaj la uzo de metalaj kelatiloj37,47 povas redukti la oksidiĝon de sulfidoj. Trie, por malhelpi la fotomalkomponiĝon de H2S, akvoboteloj povas esti envolvitaj per aluminio-folio; Ĉi tiu praktiko ankaŭ validas por lumsentemaj materialoj kiel streptozotocino55. Fine, neorganikaj sulfidaj saloj (NaHS, Na2S, kaj CaS) povas esti administritaj per gavado anstataŭ esti dissolvitaj en trinkakvo kiel antaŭe raportite56,57,58; studoj montris, ke radioaktiva natria sulfido administrita per gavado al ratoj estas bone absorbita kaj distribuita al preskaŭ ĉiuj histoj59. Ĝis nun, la plej multaj studoj administris neorganikajn sulfidajn salojn intraperitonee; tamen, ĉi tiu vojo malofte estas uzata en klinikaj kontekstoj60. Aliflanke, la parola vojo estas la plej ofta kaj preferata vojo de administrado ĉe homoj61. Tial, ni rekomendas taksi la efikojn de H2S-donantoj ĉe ronĝuloj per parola gavado.
Limigo estas, ke ni mezuris sulfidon en akva solvaĵo kaj serumo uzante la MB-metodon. La metodoj por mezuri sulfidon inkluzivas jodan titradon, spektrofotometrion, elektrokemian metodon (potenciometrio, amperometrio, kulometria metodo kaj amperometria metodo) kaj kromatografion (gasa kromatografio kaj alt-efikeca likva kromatografio), inter kiuj la plej ofte uzata metodo estas la MB-spektrofotometria metodo62. Limigo de la MB-metodo por mezuri H2S en biologiaj specimenoj estas, ke ĝi mezuras ĉiujn sulfur-entenantajn kombinaĵojn kaj ne liberan H2S63, ĉar ĝi estas farata sub acidaj kondiĉoj, kio rezultas en la ekstraktado de sulfuro el la biologia fonto64. Tamen, laŭ la Usona Publika Sano-Asocio, MB estas la norma metodo por mezuri sulfidon en akvo65. Tial, ĉi tiu limigo ne influas niajn ĉefajn rezultojn pri la malstabileco de solvaĵoj enhavantaj NaHS. Krome, en nia studo, la reakiro de sulfidaj mezuradoj en akvo kaj serumaj specimenoj enhavantaj NaHS estis 91% kaj 93%, respektive. Ĉi tiuj valoroj konformas al antaŭe raportitaj intervaloj (77–92)66, indikante akcepteblan analizan precizecon42. Indas rimarki, ke ni uzis kaj virajn kaj inajn ratojn laŭ la gvidlinioj de la Naciaj Institutoj pri Sano (NIH) por eviti troan dependecon de studoj nur pri viraj bestoj en antaŭklinikaj studoj67 kaj por inkluzivi kaj virajn kaj inajn ratojn kiam ajn eble68. Ĉi tiun punkton emfazis aliaj69,70,71.
Konklude, la rezultoj de ĉi tiu studo indikas, ke NaHS-solvaĵoj preparitaj el trinkakvo ne povas esti uzataj por generi H2S pro ilia malstabileco. Ĉi tiu administradvojo eksponus bestojn al malstabilaj kaj pli malaltaj ol atenditaj niveloj de NaHS; tial, la trovoj eble ne aplikeblas al homoj.
La datumaroj uzitaj kaj/aŭ analizitaj dum la nuna studo estas haveblaj de la koresponda aŭtoro laŭ racia peto.
Szabo, K. Templinio de esplorado pri hidrogena sulfido (H2S): de media toksino ĝis biologia mediacianto. Biokemio kaj Farmakologio 149, 5–19. https://doi.org/10.1016/j.bcp.2017.09.010 (2018).
Abe, K. kaj Kimura, H. Ebla rolo de hidrogena sulfido kiel endogena neŭromodulatoro. Journal of Neuroscience, 16, 1066–1071. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.16-03-01066.1996 (1996).
Chirino, G., Szabo, C. kaj Papapetropoulos, A. Fiziologia rolo de hidrogena sulfido en mamulaj ĉeloj, histoj kaj organoj. Reviews in Physiology and Molecular Biology 103, 31–276. https://doi.org/10.1152/physrev.00028.2021 (2023).
Dillon, KM, Carrazzone, RJ, Matson, JB, kaj Kashfi, K. Evoluanta promeso pri ĉelaj liversistemoj por nitrogena oksido kaj hidrogena sulfido: nova epoko de personigita medicino. Biokemio kaj Farmakologio 176, 113931. https://doi.org/10.1016/j.bcp.2020.113931 (2020).
Sun, X., et al. Longtempa dono de malrapide liberiĝanta hidrogensulfida donanto povas preventi miokardian iskemion/reperfuzian vundon. Sciencaj raportoj 7, 3541. https://doi.org/10.1038/s41598-017-03941-0 (2017).
Sitdikova, GF, Fuchs, R., Kainz, W., Weiger, TM kaj Hermann, A. BK-kanala fosforiligo reguligas hidrogenan sulfidan (H2S) sentemon. Frontiers in Physiology 5, 431. https://doi.org/10.3389/fphys.2014.00431 (2014).
Sitdikova, GF, Weiger, TM kaj Hermann, A. Hidrogena sulfido plifortigas kalci-aktivigitan kalian (BK) kanalan aktivecon en hipofizaj tumorĉeloj de ratoj. Archit. Pfluegers. 459, 389–397. https://doi.org/10.1007/s00424-009-0737-0 (2010).
Jeddy, S., et al. Hidrogena sulfido plifortigas la protektan efikon de nitrito kontraŭ miokardia iskemio-reperfuzia vundo en tipo 2 diabetaj ratoj. Nitra oksido 124, 15–23. https://doi.org/10.1016/j.niox.2022.04.004 (2022).
Corvino, A., et al. Tendencoj en H2S-donanta kemio kaj ĝia efiko sur kardiovaskula malsano. Antioksidantoj 10, 429. https://doi.org/10.3390/antiox10030429 (2021).
DeLeon, ER, Stoy, GF, kaj Olson, KR (2012). Pasivaj perdoj de hidrogena sulfido en biologiaj eksperimentoj. Analytical Biochemistry 421, 203–207. https://doi.org/10.1016/j.ab.2011.10.016 (2012).
Nagy, P., et al. Kemiaj aspektoj de hidrogensulfidaj mezuradoj en fiziologiaj specimenoj. Biochimica et Biophysical Acta 1840, 876–891. https://doi.org/10.1016/j.bbagen.2013.05.037 (2014).
Kline, LL.D. Spektrofotometria determinado de hidrogena sulfido en naturaj akvoj. Limnol. Oceanogr. 14, 454–458. https://doi.org/10.4319/lo.1969.14.3.0454 (1969).
Olson, KR (2012). Praktika trejnado pri la kemio kaj biologio de hidrogena sulfido. “Antioksidantoj.” Redox Signaling. 17, 32–44. https://doi.org/10.1089/ars.2011.4401 (2012).